做实验步就是样品收集，看似简单的一项工作，其实也是重中之重！每一步都必须小心谨慎，这样才能保证实验更顺利出色的完成。下面让我们一起看看样品是如何收集的：

  一： 腹水采集分成两类：

1.活着抽取腹水活着抽取腹水主要用到的是酒精棉球与注射器（2-5ml） 以及灭后菌的eppendorf管(因为腹水还要分离所以用这个，便于离心）。方法就是用酒精棉球擦拭要进针的位置（大概是在腹部中线偏右侧处）， 而后先让注射器中留点空气而后进针再将注射器慢慢往后推腹腔中有压力慢慢腹水会往外流，进针时要轻轻下上提一下，感觉*就好。
 
2.处死抽取腹水处死抽取腹水就是用止血钳两把，剪刀小号2把，镊子2把即可。 先用剪刀镊子轻轻在小鼠腹腔外皮剪一个小口，而后用两把止血钳轻轻两边拉开，使露出腹部，而后用另一把剪刀镊子剪开内皮，用枪或玻璃直管即可去腹水。也建议放置eppendorf中。
 
二：胸水的采集：
主要采用胸腔穿刺法收集实验动物的胸水，也可处死实验动物剖开胸腔采集胸水。
 
三：穿刺点定位：
于实验动物脊侧腋后线第11～12肋间隙穿刺，穿刺针紧贴肋骨上缘，否则容易损伤肋间神经。此部位是肺下界之外侧，既可避免损伤肺组织造成气胸，又易采集在隔肋窦的胸水。此外，也可在腹侧胸壁近胸骨左侧缘第4～5肋间隙穿刺。
 
穿刺方法：
实验动物取立位或半卧位固定，局部皮肤去毛、消毒、麻醉，穿刺针头与注射器之间接三通连接装置，实验人员以左手拇指、食指绷紧局部皮肤，右手握穿刺针紧*肋骨下缘处垂直进针，穿刺肋间肌时产生一定阻力，当阻力消失有落空感时，说明已刺入胸膜腔，用左手固定穿刺针，打开三通连接装置，缓慢抽取胸水。
 
操作中严防空气进入胸腔，始终保持胸腔负压。穿刺应用手控制针头的深度，以防穿刺过深刺伤肺脏。
 
建议保存在-80度冰箱。

四：脑脊液：请离心后收集上清，并将标本保存于-20oC，且应避免反复冻融。

五：尿液：请收集清晨次尿液（中段尿），或24 小时尿液，2000×g 离心15 分钟后收集上清，并将标本保存于-20oC，且应避免反复冻融。

细胞培养上清或其它生物标本：请1000×g离心20分钟，取上清即可检测，或将上清置于-20oC或-80oC保存，但应避免反复冻融。

六：细胞裂解液：
 
1）贴壁细胞需要先用胰酶消化，离心收集细胞（悬浮细胞可直接离心收集）；
 
2）将收集到的细胞用冷PBS洗3次；
 
3）物理方法裂解细胞（可先超声破碎细胞，再反复冻融）：
 
i 超声破碎：取适量PBS重悬细胞，用一定功率的超声波处理细胞悬液，使细胞急剧震荡破裂。
 
ii 反复冻融：将待破碎的细胞在-20oC以下冰冻，室温融解，反复3次，使细胞溶胀破碎。
 
4）将标本于2-8oC 1500×g离心10分钟，收集上清备用。

七：组织匀浆：
 
1） 取适量组织块，于预冷PBS（0.01mol/L, pH 7.0-7.2）中清洗去除血液，称重后备用（组织块较大需先剪碎后再匀浆）；
 
2） 可同时选用多种匀浆方法达到较好的破碎效果：首先将组织块移入玻璃匀浆器，加入5-10mL预冷PBS进行充分研磨，该过程需在冰上进行（有条件实验室可选用机器匀浆）；得到的匀浆液可再利用超声破碎或反复冻融进一步处理（超声破碎过程中注意冰浴降温；反复冻融法可重复2次）。
 
3） 将制备好的匀浆液于5000×g离心5分钟，留取上清即可检测。

我司正在进行“积分换豪礼”，“预存返现”，“推荐享现金红包”等优惠活动哦，更多优惠详情可咨询我司业务员！期待您的参与！